> Analizar y resolver problemas cualitativos y cuantitativos en el área de la Biología (CG6)
> Interpretar datos procedentes de observaciones y medidas en términos de su significación y de los modelos explicativos que las apoyan. (CG12)      
> Adquirir capacidad de organización, planificación y ejecución. (CT11)      
> Desarrollar la capacidad de trabajo autónomo o en equipo en respuesta a las necesidades específicas de cada situación. (CT12)

> Evaluar, interpretar y sintetizar datos e información biológica. (CG8)   
> Demostrar una base sólida y equilibrada de conocimientos sobre materiales de laboratorio y de la naturaleza junto con habilidades prácticas en ambos entornos.(CG9)
> Manejar instrumentación básica para análisis biológicos. (CG11)
> Desarrollar buenas prácticas científicas de observación, medida y experimentación. (CG13)
> Desarrollar estudios y análisis clínicos, funcionales, microbiológicos e inmunobiológicos de muestras biológicas incluidas las de origen humano (CE7)

Introducir al estudiante en las diversas metodologías utilizadas en los distintos campos de estudio e investigación de las ciencias biológicas, tanto en lo que se refiere a sus fundamentos teóricos, como principalmente a sus vertientes prácticas.

Se contempla la impartición de clases de teoría, seminarios, prácticas de laboratorio, prácticas de campo y tutorías dirigidas, todo ello sometido a un proceso de evaluación continua. Dadas las características y objetivos de la materia, se hará especial hincapié en las clases prácticas de laboratorio y campo.

I.-Nivel Sistemas:

1. Poblaciones, ecosistemas y biomas: aproximación metodológica.
2. Vídeo y fotografía como técnicas de investigación: obtención y tratamiento de imágenes.

II.-Nivel Organismos:

3. Introducción a la experimentación animal. Legislación.
4. Diseño de muestreo, material de campo, campañas de recolección, toma de muestras.
5. Técnicas de recolección y conservación de plantas y hongos.
6. Técnicas de observación, captura y marcaje de animales.
7. Conservación de ejemplares. Montaje, organización y mantenimiento de colecciones. Museística.
8. Taxonomía biológica

III.- Nivel celular y tisular:

9. Microscopio: Fundamentos de óptica aplicada al microscopio. Tipos de microscopios.
10. Preparación de muestras para microscopía.
11. Cultivos celulares.

IV.- Nivel Molecular:

12. Preparación de disoluciones, diluciones, disoluciones tampón.
13. Técnicas de homogeneización, conservación de muestras, esterilización.
14. Métodos de detección y cuantificación: absorción UV-visible, marcaje con fluorescencia, marcaje con isótopos radiactivos.
15. Métodos de separación y purificación: centrifugación, cromatografía, electroforesis.

> Pruebas teóricas: 45%
> Prácticas de laboratorio: 35%
> Prácticas de campo: 20%

Para superar la asignatura será necesario haber aprobado cada una de las partes anteriores. La consideración de la actitud en las prácticas a efectos de evaluación se recogerá en las normas de la asignatura.

La asistencia a las prácticas es obligatoria.

1. Introducción. Panorama de las ciencias biológicas en un contexto reticular e interrelacionado. Relaciones desde los puntos de vista metodológico, conceptual y de objetivos. El método científico.
2. Introducción a la experimentación animal. Modelos animales: características y ejemplos. Principio de August Krogh.
3. Utilización de animales de experimentación en investigación y docencia. Bienestar Animal. Aspectos éticos y legislación. 3 Rs: Reducción, refinamiento y reemplazo.
4. Diseño de muestreo, material de campo, campañas de recolección. Fases en un trabajo de campo. Aspectos clave en el diseño del muestreo: Programa de muestreo y/o experimentación: Diseño muestral. Necesidad de cuantificación. Cuestiones prácticas.
5. Técnicas de recolección y conservación de plantas y hongos. Tipos de conservación de material vegetal en seco y en líquido, para estudios moleculares o para la conservación en vivo. Técnicas de obtención de datos botánicos.
6. Espectroscopia de absorción UV-visible. Transiciones electrónicas.
7. Concepto de cromóforo. Ecuación de Lambert-Beer. Coeficiente de extinción molar. Espectro de absorción.
8. Fluorescencia. Fenómeno de emisión de fluorescencia. Concepto de fluoróforo. Rendimiento cuántico. Espectro de emisión. Marcaje con fluorescencia.
9. Isótopos. Concepto. Isótopos radiactivos y no radiactivos. Isótopos de interés biológico. Marcaje con isótopos en Biología.
10. Ultracentrifugación. Ecuación de Svedberg. Coeficiente de sedimentación. Ultracentrífugas. Rotores. Ultracentrifugación preparativa.
11. Electroforesis. Movilidad electroforética. Soportes electroforéticos. Reticulado de geles.
12. Electroforesis de proteínas. Electroforesis de ácidos nucleicos.
13. Cromatografía. Concepto. Fase móvil y fase estacionaria. Resolución.
14. Tipos de cromatografías. Características generales y fundamento de la separación.
15. Aplicaciones de los métodos de detección, cuantificación, separación y purificación a la biología: Evaluación global de un proceso de purificación de una proteína I.
16. Aplicaciones de los métodos de detección, cuantificación, separación y purificación a la biología: Evaluación global de un proceso de purificación de una proteína II
17. Aplicaciones de los métodos de detección, cuantificación, separación y purificación a la biología: Evaluación global de un proceso de purificación de una proteína III.
18. Amplificación del ADN mediante la reacción en cadena de la polimerasa (PCR). Aplicaciones.
19. Cultivos celulares, de tejidos y de órganos: Conceptos básicos del cultivo in vitro. Cultivos de microorganismos.
20. Cultivos de células animales.
21. Cultivos de protoplastos, tejidos y órganos vegetales.
22. Microscopio: Descripción. Fundamentos de óptica aplicada al microscopio. Manejo del microscopio.
23. Tipos de microscopios y sus aplicaciones en biología.
24. Taxonomía biológica. Principios generales
25. Poblaciones, ecosistemas y biomasa: aproximación metodológica.
26. Vídeo y fotografía como técnicas de investigación: obtención y tratamiento de imágenes. Macrofotografía. Tratamiento de imágenes. Fotografía aérea y cartografía..
27. Búsqueda bibliográfica. Fuentes de información: publicaciones en papel y electrónicas. Bases de datos: recuperación de la información y palabras claves. La cita bibliográfica.
28. Técnicas de observación, captura y marcaje de animales. Dispositivos de captura: redes y trampas. Marcaje físico, etiquetado y marcaje electrónico. Seguimiento y recuperación. Aves, cetáceos y tortugas marinas como ejemplos.

PRÁCTICAS DE CAMPO

Campo BOT: Salida de 5h. Establecimiento de parcelas de muestreo. Catálogo florístico y clasificación del material.
Campo ZOO: Salida de 5h. Observación, reconocimiento y censo de animales.

PRÁCTICAS DE LABORATORIO (20 hr)

I. Seguridad en el laboratorio, eliminación de residuos. Material y manejo de laboratorio. Vídeo sobre Manejo de animales de experimentación. Demostración por los profesores de la manipulación y sexaje. (3 hr)  
II. Montaje, organización y mantenimiento de colecciones. Materiales de conservación. Museística. Normas para la recolección. Prensado, secado, montaje y etiquetado para especímenes de herbario. Montaje de una colección de insectos. Etiquetado. Montaje de esqueletos. Bases de datos: Herbario, Jardines Botánicos y Zoológicos. Visita al Museo de Vertebrados y al Herbario de la Facultad. (3 hr)  
III. Preparación de disoluciones: disoluciones tampón. Diluciones. Medidas de absorbancia. (3 hr)
IV. Aislamiento de un ADN de plantas y su valoración. Homogeneización, centrifugación y valoración de biomoléculas. (3 hr)  
V. Métodos de cultivo: El medio de cultivo. Técnicas de esterilización y manipulaciones asépticas. Cultivo in vitro de material vegetal. (3 hr)  
VI.  Preparación y observación de muestras al microscopio. Fijación de materiales biológicos para microscopía. Inclusión en parafina. Secciones en material rígido: microtomo. Tinciones. Montaje de preparaciones. Extensiones. Observación de material vivo. (3 hr)   
VII. Introducción a los métodos taxonómicos. Sistemas de clasificación. Métodos de identificación. Utilización de claves. Caracteres diagnósticos y descripción de taxones. (2 hr)

Seminario 1: Resultados del trabajo de campo. Elaboración y presentación de memorias.
Seminario 2: Integración de los contenidos de la asignatura sobre un caso práctico.

> Barceló Mairata, F.: Técnicas Instrumentales en Bioquímica y Biología. Universitat de les Illes Balears. Servei de Publicacions i Intercanvi Científic, Palma de Mallorca. 2003.
> Chuvieco, E.: Fundamentos de Teledetección Espacial. Rialp, Madrid, 3ª ed. 2000
> Feisinger, P.: El Diseño de estudios de Campo para la Conservación de la Biodiversidad. FAN, Bolivia. 2003
> Fernandez García, F.: Introducción a la Fotointerpretación. Ariel, Barcelona. 2000
> Freifelder, D.: Técnicas de Bioquímica y Biología Molecular. Reverté, Barcelona. 2003
> García Segura, J.M. y col.: Técnicas Instrumentales de Análisis en Bioquímica. Síntesis, Madrid. 2007
> Henderson, P.A.: Practical Methods in Ecology. Blackwell Publishing, London. 2003
> Izco, J. (Coord.): Botánica. Mc Grawhill Interamericana de España, 2ª ed. 2004
> Roca, P.; Oliver, J. y Rodríguez, A.: Bioquímica: Técnicas y Métodos. Hélice, Madrid. 2003
> Rubinson, K.A. y Rubinson, J.F.: Análisis instrumental. Prentice Hall, Cop. 2001
> Ruxton, G.D. y Colegrave, N.: Experimental Design for the Life Sciences. Oxford University Press. 2003
> Simpson, M.G.: Plant Systematics. Elsevier Academic Press. 2006
> Wilson, K. W. (eds.): Principles and Techniques of Practical Biochemistry and Molecular Biology. Cambridge University Press, Cambridge (6th ed). 2005

Titulación – Grado en Biología

Asignatura: MÉTODOS EN BIOLOGÍA

Metodología

Metodologías docentes y herramientas de docencia Indicar las metodologías y herramientas empleadas (clases virtuales, materiales en el Campus Virtual, correo electrónico…), así como el sistema de tutorías en cada uno de los dos escenarios (docencia semipresencial y docencia a distancia).

Docencia semipresencial:

Clases teóricas y Seminarios: Se impartirán mediante videoconferencia a través del Campus Virtual (Blackboard Collaborate) o plataformas alternativas (Google Meet, Zoom…), de forma tanto síncrona como asíncrona. En el caso de las primeras se respetarán los horarios planificados previamente. Además, el estudiante dispondrá de recursos de apoyo (audiovisuales, artículos de lectura, presentaciones de las clases…) a través del Campus Virtual de la asignatura. También se podrán grabar las clases para ponerlas a disposición de los estudiantes.

Prácticas de Laboratorio: Se sustituirán 6 de las 7 prácticas presenciales (la práctica VI de microscopía se eliminará relegando esa formación a una práctica similar a realizar en la asignatura de Biología Celular) por prácticas de realización remota (no presencial) a través del Campus Virtual de la asignatura, utilizando para ello recursos interactivos, contenidos multimedia, material audiovisual, aplicaciones telemáticas, etc.

Prácticas de Campo: Al tratarse de docencia al aire libre, en entornos naturales, será posible mantener el requerido distanciamiento interpersonal, por lo que no se prevé modificar esta docencia, bajo el supuesto de semipresencialidad. Sólo en el supuesto de docencia a distancia se sustituirán estas prácticas de campo por prácticas de realización remota (no presencial) a través del Campus Virtual de la asignatura, utilizando para ello recursos interactivos, contenidos multimedia, material audiovisual, aplicaciones telemáticas, etc.

Tutorías: Tendrán lugar preferentemente de forma no presencial. En ambos escenarios la comunicación con los estudiantes tendrá lugar por varias vías: (1) a través del correo electrónico y (2) mediante sesiones síncronas a través de la plataforma existente en el Campus Virtual, previamente acordadas con los estudiantes interesados. El horario de las tutorías será el mismo que el establecido en el escenario presencial.

Evaluación

Criterios aplicables y métodos de evaluación: Detallar los criterios de evaluación (indicando los % de las diferentes actividades propuestas) y los métodos/herramientas que se van a utilizar.

Docencia semipresencial: La evaluación se desarrollará de forma preferentemente presencial, siempre y cuando la situación sanitaria lo permita. No obstante lo anterior, se establecerán actividades de evaluación continua (el desarrollo de casos prácticos, supuestos, cuestionarios…) que complementarán la nota y faciliten la evaluación en caso de no poder realizarse la misma de modo presencial. 

Los criterios de evaluación serán los establecidos en el apartado de docencia normal, sustituyendo el porcentaje de asistencia a actividades presenciales por el de asistencia a actividades telemáticas

Docencia a distancia: Los criterios de evaluación en un escenario totalmente virtual serán los mismos que los del escenario de docencia semipresencial

Para la realización de las pruebas se utilizarán las herramientas de Cuestionarios y Tareas disponibles en la plataforma Moodle del Campus Virtual…..

La identificación de los estudiantes durante la realización de las pruebas incluye la autenticación mediante el correo electrónico institucional (cuenta de usuario y contraseña) para acceder al Campus Virtual. También se podrá recurrir a la identificación mediante el uso de imágenes (videollamadas de Blackboard Collaborate, Google Meet o similar) o incluso el requerimiento de documento identificativo.

La revisión de exámenes se realizará preferentemente de modo no presencial mediante sesiones sincrónicas previamente acordadas con el interesado (Blackboard Collaborate, Google Meet o similar).