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Grado en Biología

Guía docente de la asignatura

CULTIVOS CELULARES Y TRANSGÉNESIS

Curso 2020-2021


Datos básicos de la asignatura
TipoOptativaCursoCuartoSemestreSéptimo
Departamento/s responsable/sGenética, Fisiología y Microbiología; Bioquímica y Biología Molecular; Biología Celular
Créditos ECTSCréditos Totales: 6         Teóricos: 2,4         Prácticos: 2,4         Seminarios: 0,9         Tutorías y evaluación: 0,3         
Profesor/es responsable/sNombre y Apellidos: Juan Manuel Vega Melero
Departamento: Genética, Fisiología y Microbiología
Teléfono: 913945132;        Correo electrónico: vegajuanma@bio.ucm.es
ProfesoresConsultar la agenda docente
Datos específicos de la asignatura
DescriptorEn esta asignatura se estudiarán los conceptos básicos y los procedimientos propios de: • La transferencia y expresión génica . • El cultivo in vitro de tejidos en plantas. • El cultivo de células y tejidos animales. • La obtención de organismos genéticamente modificados. La transferencia y expresión se aborda en la primera parte junto con la modificación genética de bacteria y levaduras. En la segunda parte se encuentran los temas dedicados al cultivo in vitro de tejidos vegetales y la transgénesis en plantas. Y en la tercera parte se incluyen los temas dedicados al cultivo de células y tejidos animales y su transformación genética. En todos los casos se abordarán los aspectos fundamentales de las técnicas, las metodologías más utilizadas, los problemas más habituales, las aplicaciones biotecnológicas y los aspectos socioeconómicos. En esta asignatura tienen gran importancia las prácticas de laboratorio. En ellas se pretende que los alumnos adquieran una serie de habilidades y que desarrollen una visión crítica en el análisis de los resultados.
RequisitosNinguno
RecomendacionesSe recomienda haber superado el Módulo de Materias Básicas y el Módulo Fundamental, y haber cursado la asignatura de Fundamentos de Ingeniería Genética y Genómica
Competencias
Competencias transversales y genéricas

Competencias genéricas:

CG2. Reconocer la importancia de la Biología en diversos contextos y relacionarla con otras áreas de conocimiento.

CG3. Continuar estudios de postgrado en áreas especializadas en áreas de Biología o multidisciplinares

CG4. Expresar rigurosamente los conocimientos biológicos adquiridos de modo que sean bien comprendidos en el ámbito docente y/o especializado.

CG6. Analizar y resolver problemas cualitativos y cuantitativos en el área de la Biología.

CG7. Reconocer y analizar nuevos problemas y planear estrategias para solucionarlos.

CG8. Evaluar, interpretar y sintetizar datos e información biológica.

CG11. Manejar instrumentación básica para análisis biológico.

CG12. Interpretar datos procedentes de observaciones y medidas en términos de su significación y de los modelos explicativos que las apoyan.

CG13. Desarrollar buenas prácticas científicas de observación, medida y experimentación.

CG14. Poseer un alto nivel de compromiso y discernimiento ético para el ejercicio profesional y sus consecuencias.

CG15. Valorar la importancia de la Biología en el contexto industrial, económico, medio ambiental, social y cultural.

CG16. Capacidad de desenvolverse con seguridad en un laboratorio.

Competencias específicas

Competencias específicas:

CE2. Capacidad para planificar, desarrollar y controlar procesos biológicos industriales, agropecuarios y biotecnológicos.

CE3. Capacidad para producir, transformar, manipular, conservar, identificar y controlar la calidad de los organismos y materiales de origen biológico, incluidos los alimentos.

CE5. Capacidad para desarrollar estudios biológicos y control de la acción de productos químicos y biológicos de utilización en la sanidad, agricultura, industria y servicios.

CE6. Capacidad para identificar y evaluar los agentes biológicos patógenos y sus productos tóxicos. Controlar infecciones y plagas.

Objetivos
Objetivos

El objetivo general de esta asignatura es que el alumno adquiera nociones básicas en dos aspectos fundamentales de la biotecnología

1.- El cultivo in vitro de diferentes células, tejidos u órganos procedentes de animales y vegetales.

2.- Los procedimientos para la transferencia de genes y la obtención de organismos genéticamente modificados.

Los objetivos específicos:

· Entender cómo se diseña la construcción de un DNA recombinante que pueda dirigir la transferencia y la expresión de un gen en un sistema celular nuevo.

· Conocer las bases y fundamentos de las técnicas de cultivo in vitro de células animales y vegetales.

· Conocer las aplicaciones actuales y emergentes de los cultivos celulares.

· Aplicar el cultivo in vitro de tejidos vegetales a la obtención y multiplicación de plantas por organogénesis y embriogénesis somática.

· Comprender qué es un organismo transgénico y sus aplicaciones actuales y potenciales.

· Aplicaciones de los OGM en la agricultura, medicina e industria.

· Comprender las implicaciones sociales (salud y medio ambiente) de los organismos genéticamente modificados.

· Permitir al alumno interpretar con espíritu crítico la información aparecida en los medios de comunicación en relación con la transgénesis.

Metodología
Descripción

- Clases teóricas, prácticas, seminarios y tutorías para el seguimiento continuado del programa.

- Los profesores proporcionarán el material docente a través del campus virtual y de las herramientas que éste proporciona a sus usuarios.

- Se proporcionarán cuestionarios, bibliografía y todos los materiales necesarios para la realización de trabajos y exposiciones.

- Las prácticas de laboratorio aportarán al estudiante el conocimiento de distintos métodos de cultivo in vitro y de las herramientas que permiten obtener y analizar organismos transgénicos .

- La evaluación continua y secuencial permitirá conocer las destrezas, habilidades y conocimientos adquiridos en cada uno de los modos organizativos de la asignatura.

Distribución de actividades docentes
ActividadHoras% respecto presencialidad
Clases teóricas
2440,00
Clases prácticas
2440,00
Exposiciones y/o seminarios
Horas)
915
Tutoria
11,67
Evaluación
23,33
Trabajo presencial
6040
Trabajo autónomo
9060
Total
150100
Bloques temáticos

PARTE 1.- Transferencia y expresión génica en procariotas

PARTE 2.- Cultivos celulares y transgénesis en plantas

PARTE 3.- Cultivos celulares y transgénesis animal

Evaluación
Criterios aplicables

La calificación final del alumno será el compendio de la labor realizada durante el curso en las actividades programadas.

Se atenderá a los siguientes criterios:

- Examen escrito para evaluar los conocimientos de los contenidos teóricos (50%).

- Seminarios: Presentación o entrega por parte del alumno de seminarios o trabajos, con posibilidad de realización de prueba escrita (20%).

- Examen escrito para evaluar los conocimientos adquiridos en las clases prácticas (30%).

La realización de las prácticas es necesaria para superar la asignatura.

Será imprescindible obtener al menos un 4 en el examen de teoría para considerar los otros criterios de evaluación, y poder aprobar la asignatura.

Organización semestral
Organización semestralConsultar la agenda docente
Temario
Programa teórico

PARTE 1.- Transferencia y expresión génica en procariotas.

Tema 1.-El clonaje de expresión. Elementos de la expresión génica: moldes, señales y maquinaria enzimática. Aplicaciones generales. Transcripción y traducción in vitro de secuencias clonadas. Expresión en sistemas celulares.

Tema 2.-Expresión de genes clonados en células bacterianas. Señales de expresión: promotores, terminadores, RBSs. Vectores para la expresión de secuencias clonadas en E. coli. Vectores para otras bacterias Gram-negativas y Gram-positivas. Expresión de genes reporter: Biosensores.

Tema 3.-Expresión y aislamiento de proteínas de fusión. Sistemas vectores. Métodos de purificación de la proteína. Aplicaciones.

Tema 4.-Producción de proteínas “recombinantes” en cultivos bacterianos. Factores a tener en cuenta para el diseño de la construcción. Clonaje en monocopia. El RNA y el uso de codones. Modificación post sintética de la proteína. Ejemplos.

Tema 5.-Diseño de proteínas nuevas. Mutagénesis dirigida. PCR mutagénica. Ingeniería de proteínas. Ejemplos.

Tema 6.-Transgénesis y modificación genética. Creación de organismos modificados genéticamente (GMO’s). Modificación genética de bacterias. Aplicaciones a la síntesis de productos. Producción de biomasa. Biodegradación.

Tema 7.-Ingeniería genética en levaduras. Vectores de clonaje y sistemas de selección. Clonaje de expresión. Aplicaciones.

PARTE 2.- Cultivos celulares y transgénesis en plantas

Tema 8.-Cultivo in vitro de tejidos vegetales: principios y metodología. Fundamentos del cultivo in vitro de células, tejidos y órganos de plantas. Totipotencia y pluripotencia. Tipos de cultivos y de respuestas. Modificación de la actividad génica. Organogénesis y embriogénesis somática. Variación somaclonal.

Tema 9.-Aplicaciones del cultivo in vitro: regeneración de plantas. Micropropagación. Obtención de plantas libres de virus. Obtención de semillas sintéticas.

Tema 10.-Aplicaciones del cultivo in vitro. Conservación de germoplasma. Obtención de haploides. Obtención de híbridos somáticos.

Tema 11.-Obtención de plantas transgénicas. Fundamentos de la transgénesis en plantas. Métodos rutinarios de transformación: electroporación, biolística y transformación mediante Agrobacterium. Construcciones y vectores de transformación. Otros métodos de transformación.

Tema 12.-Caracterización de las plantas transgénicas. Número de copias y estado en el genoma receptor. Transmisión. Análisis de expresión. Silenciamiento de los transgenes. Análisis del carácter adquirido por transgénesis.

Tema 13.-Aplicaciones de las plantas transgénicas en agricultura. Caracteres de producción. Caracteres de calidad. Caracteres post-cosecha y tecnológicos. Otros caracteres.

Tema 14.-Aplicaciones de las plantas transgénicas en otros sectores. Investigación científica. Plantas ornamentales. Biorremediación con plantas transgénicas. Las plantas transgénicas como biofactorías: producción de compuestos de interés industrial o farmacéutico.

Tema 15.-Bioseguridad. Evaluación de riesgos de las plantas transgénicas: riesgos sanitarios y riesgos ambientales. Mecanismos genéticos de contención. Percepción social.

PARTE 3.- Cultivos celulares y transgénesis animal

Tema 16.-Aislamiento y preparación de las células o tejidos a cultivar. Sistemas de cultivos celulares, tisulares y organotípicos.

Tema 17.-Aplicaciones fisiológicas: cultivos estáticos y en superfusión. Aplicaciones farmacológicas: baño de órganos con transductores isométricos y electroestimulación.

Tema 18.-Animales transgénicos. Vectores derivados de virus DNA y de retrovirus. Métodos de obtención: transformación de ESC e implantación de blastocistos y transferencia de vectores en pronùcleos de huevos fertilizados e implantación. Transferencia nuclear.

Tema 19.-Inserción dirigida e inserción al azar. Knockout y knockin. Expresión de transgenes en tipos celulares específicos.

Tema 20.-Animales transgenicos como herramientas de investigación y bioproductores de proteínas de interés. Terapia génica en animales y humanos. Xenotransplantes.

Programa práctico

Práctica 1. (6 horas) - Clonaje de un transgén en E. coli. Transferencia del recombinante a A. tumefaciens.

Práctica 2. (15 horas) - Cultivo in vitro de tejidos vegetales. Propagación clonal. Obtención de plantas regeneradas. Transformación de células vegetales por Agrobacterium tumefaciens. Caracterización de plantas transgénicas. Integración estable: Análisis de la segregación del transgén en la descendencia. Detección por PCR. Expresión del gen GUS.

Práctica 3. (3 horas) - Cultivos de tejidos animales, baño de órganos.

Seminarios

El contenido de los seminarios dependerá de los temas más actuales en cada parte de la asignatura y se anunciará anticipadamente a los alumnos.

Seminarios 1-3: Seminarios y/o problemas de la parte 1.

Seminarios 4-5: Seminarios y/o problemas de la parte 2.

Seminarios 6-9: Seminarios y/o problemas de la parte 3.

Bibliografía

Parte 1

Perera J., Tormo A., García J.L. Ingeniería Genética. Volumen 2: Expresión de DNA en sistemas heterólogos. Editorial Síntesis. 2002.

Watson J.D., Caudy A.A., Myers R.M., Witkowski J.A. Recombinant DNA: Genes and Genomes. A Short Course. 3rd ed. CSHL Press / W. H. Freeman. 2007.

Primrose S.B., Twyman R.M. Principles of Gene Manipulation and Genomics. 8th ed. Blackwell Publishing, Oxford. 2009.

Friedmann T., Rossi J., eds. Gene Transfer: Delivery and Expression of DNA and RNA, A Laboratory Manual. CSHL Press. 2007.

Glick B.R., Pasternak J.J. Patten C.L. Molecular Biotechnology: Principles and Applications of Recombinant DNA. 4th ed. ASM Press. 2010.

Green M.R., Sambrook J. Molecular Cloning: A Laboratory Manual. 4th ed. CSHL Press. 2012.

Parte 2

Chawla H.S. Introduction to Plant Biotechnology Science Publishers Inc., USA, 2002 (2ª edición).

Chrispeels M.J. & Sadava D.E. Plants, Genes, and Crop Biotechnology. Jones and Bartlett Publishers, USA, 2003

Deberg P.C. & Zimmerman R.H.(Eds.). Micropropagation: Technology and Application. Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, 1991.

García Olmedo F. La tercera revolución verde. Editorial Debate, Madrid, 1998.

Pierik R.L.M. In Vitro Culture of Higher Plants. Martinus Nijhoff Publishers, Dordrecht, 1987.

Traducción al Castellano: Cultivo in vitro de las plantas superiores. Ediciones Mundi-Prensa, Madrid, 1990.

Serrano García M. & Piñol Serra M.T. Biotecnología vegetal. Editorial Síntesis, Madrid, 2001.

Parte 3

GENERAL CITOLOGIA E HISTOLOGÍA (CONTIENE CAPÍTULOS DE CULTIVOS)

Monguenga L., Esteban F.J., Calvo A. “Técnicas en histología y biología celular”. (Cap. 11: Burrell Bustos, M. Á. Esteban Ruiz F.J. “Técnicas de cultivos celulares”) Publicación: Elsevier Masson (2009). (EN FAC. BIOLOGÍA)

GENERAL DE CULTIVOS CELULARES.

Hu, W.-S. “Cell Culture Engineering” Advances in Biochemical Engineering/Biotechnology Vol. 101. Publicación: Springer-Verlag Berlin Heidelberg (2006) (RECURSO ELECTRÓNICO UCM)

Davis J.M. “Basic cell culture: a practical approach”. Publicación: Oxford University Press (2003) (EN FAC. FARMACIA)

Mather J.P., Barnes D. “Animal cell culture methods”. Methods in Cell Biology. Vol. 57 Publicación: Academic Press (1998) (EN FAC. VETERINARIA)

Doyle A., Griffiths J.B. “Mammalian cell culture: essential techniques” / Publicación: John Wiley & sons, (1997) (EN FAC. BIOLOGÍA)

Morgan S.J., Darling D.C. “Animal cell culture” Publicación: Bios Scientific Publishers, (1993) (EN FAC. VETERINARIA)

Doyle A., Griffiths J.B. “Cell and tissue culture for medical research” (2ª Ed). Publicación: Wiley, (2000). (EN FAC. MEDICINA)

Freshney, R. I.”Culture of animal cells: a manual of basic technique” (6ª Ed.). Publicación: Wiley-Liss (2010)

CULTIVOS ESPECÍFICOS

Wise C. “Ephitelial cell culture protocols” Methods in Molecular Biology vol. 188. Publicación: Humana Press (2002) (MANUAL DE LABORATORIO) (EN ÓPTICA)

Fedoroff S., Richardson A.“Protocols for neural cell culture” (3ª Ed.) Publicación: Humana Press (2001) (EN ÓPTICA)

Banker G., Goslin K. “Culturing nerve cells” Publicación: The MIT Press (1996). (EN FAC. MEDICINA)

Klimanskaya I., Lanza R.“Embryonic stem cells” Methods in Enzymology Vol. 418. Publicación: Elsevier Academic Press (2006) (EN FAC. VETERINARIA)

Pease S., Saunders T.L. “Advanced Protocols for Animal transgenesis.” Publicación Springer Protocols Handbooks (2011).

Lodish H. “Molecular Cell Biology” (7ª Ed). Publicación: WH Freeman and Company (2013).



Adenda por EMERGENCIA SANITARIA COVID19 a la Guía Docente de la asignatura CULTIVOS CELULARES Y TRANSGÉNESIS (Curso Académico 2020-2021)
Nota aclaratoria: Esta adenda a la Guía docente recoge las adaptaciones necesarias para poder atender la docencia en caso de que las condiciones sanitarias no permitan un escenario totalmente presencial. Como consecuencia de la situación sanitaria provocada por la COVID-19, el marco de docencia para el curso 2020-21 aprobado por el Consejo de Gobierno de la UCM y refrendado por la Facultad de Ciencias Biológicas, establece como planteamiento general un modelo mixto (semipresencial). Se trata de un marco transitorio mientras estén vigentes las condiciones sanitarias excepcionales, que incorpora escenarios de docencia que combina actividades presenciales y a distancia, que incluyen tanto entornos físicos como virtuales que permitan la interacción entre docentes y estudiantes a través de actividades tanto síncronas como asíncronas. No se descarta, no obstante, que ante un agravamiento de las condiciones sanitarias (confinamiento general o de grupos de estudiantes concretos) fuese necesario pasar a un escenario con toda la docencia a distancia.

METODOLOGÍA

Docencia semipresencial:

Clases teóricas: Se impartirán mediante videoconferencia a través del Campus Virtual (Blackboard Collaborate) o plataformas alternativas (Google Meet, Zoom…), de forma tanto síncrona como asíncrona. En el caso de las primeras se respetarán los horarios planificados previamente. Además, el estudiante dispondrá de recursos de apoyo (audiovisuales, artículos de lectura, presentaciones de las clases…) a través del Campus Virtual de la asignatura. También se podrán grabar las clases para ponerlas a disposición de los estudiantes.

Seminarios: Se realizarán de forma síncrona a través de la plataforma Blackboard Collaborate del Campus Virtual (o plataformas alternativas: Google Meet, Zoom…). Se planteará la resolución de ejercicios prácticos, presentación de trabajos…

Prácticas: Sólo aquellas actividades que requieran equipamiento, materiales y/o contenidos que no puedan ser sustituidos por actividades en remoto, se llevarán a cabo de forma presencial. El resto de prácticas se realizarán en remoto a través del Campus Virtual de la asignatura mediante recursos interactivos, contenidos multimedia, material audiovisual, aplicaciones…

Docencia a distancia:

En caso de que la situación sanitaria lo requiera, las prácticas presenciales serán sustituidas por actividades en remoto a través del Campus Virtual (plataforma Blackboard Collaborate) o plataformas similares (Google Meet, Zoom…). Dichas actividades presenciales se adaptarán mediante presentaciones detalladas, material audiovisual, recursos interactivos…

Tutorías: Tendrán lugar preferentemente de forma no presencial. En ambos escenarios la comunicación con los estudiantes tendrá lugar por varias vías: (1) a través del correo electrónico y (2) mediante sesiones síncronas a través de la plataforma existente en el Campus Virtual, previamente acordadas con los estudiantes interesados. El horario de las tutorías será el mismo que el establecido en el escenario presencial.


EVALUACIÓN

La calificación final del alumno será el compendio de la labor realizada durante el curso en las actividades programadas.

Se atenderá a los siguientes criterios:

- Examen escrito para evaluar los conocimientos de los contenidos teóricos (50%).

- Seminarios: Presentación o entrega por parte del alumno de seminarios o trabajos, con posibilidad de realización de prueba escrita (20%).

- Examen escrito para evaluar los conocimientos adquiridos en las clases prácticas (30%).

La realización de las prácticas es necesaria para superar la asignatura.

Será imprescindible obtener al menos un 4 en el examen de teoría para considerar los otros criterios de evaluación, y poder aprobar la asignatura.


Docencia semipresencial:

La evaluación se desarrollará de forma preferentemente presencial, siempre y cuando la situación sanitaria lo permita. No obstante lo anterior, se establecerán actividades de evaluación continua (el desarrollo de casos prácticos, supuestos, cuestionarios…) que complementarán la nota y faciliten la evaluación en caso de no poder realizarse la misma de modo presencial.

Los criterios de evaluación serán los mismos que los especificados anteriormente. Para la realización de las pruebas se utilizarán las herramientas del campus virtual.

Docencia a distancia:

Los criterios de evaluación serán los mismos que los especificados anteriormente. Para la realización de las pruebas se utilizarán las herramientas del campus virtual.

La identificación de los estudiantes durante la realización de las pruebas incluye la autenticación mediante el correo electrónico institucional (cuenta de usuario y contraseña) para acceder al Campus Virtual. También se podrá recurrir a la identificación mediante el uso de imágenes (videollamadas de Blackboard Collaborate, Google Meet o similar) o incluso el requerimiento de documento identificativo.

La revisión de exámenes se realizará preferentemente de modo no presencial mediante sesiones sincrónicas previamente acordadas con el interesado (Blackboard Collaborate, Google Meet o similar).

En caso de que el docente considere obligatoria la asistencia o esta se evalúe, se debe indicar claramente, así como especificar los medios de control de dicha asistencia.