METODOS EN BIOLOGÍA

> Capacidad para esarrollar estudios y análisis clínicos, funcionales, microbiológicos e inmunobiológicos de muestras biológicas incluídas las de origen humano (CE7)

> Capacidad para desarrollar estudio de planificación y explotación racional de lo recuros naturales renovables, terrestres y marinos (CE11)

>Capacidad para realizar análisis biológico, control y depuración de las aguas (CE12)

Introducir al estudiante en las diversas metodologías utilizadas en los distintos campos de estudio e investigación de las ciencias biológicas, tanto en lo que se refiere a sus fundamentos teóricos, como principalmente a sus vertientes prácticas.

Se contempla la impartición de clases de teoría, seminarios, prácticas de laboratorio, prácticas de campo y tutorías dirigidas, todo ello sometido a un proceso de evaluación continua. Dadas las características y objetivos de la materia, se hará especial hincapié en las clases prácticas de laboratorio y campo.

I.-Nivel Sistemas:

1. Poblaciones, ecosistemas y biomas: aproximación metodológica.
2. Vídeo y fotografía como técnicas de investigación: obtención y tratamiento de imágenes.

II.-Nivel Organismos:

3. Introducción a la experimentación animal. Legislación.
4. Diseño de muestreo, material de campo, campañas de recolección, toma de muestras.
5. Técnicas de recolección y conservación de plantas y hongos.
6. Técnicas de observación, captura y marcaje de animales.
7. Conservación de ejemplares. Montaje, organización y mantenimiento de colecciones. Museística.
8. Taxonomía biológica

III.- Nivel celular y tisular:

9. Microscopio: Fundamentos de óptica aplicada al microscopio. Tipos de microscopios.
10. Preparación de muestras para microscopía.
11. Cultivos celulares.

IV.- Nivel Molecular:

12. Preparación de disoluciones, diluciones, disoluciones tampón.
13. Técnicas de homogeneización, conservación de muestras, esterilización.
14. Métodos de detección y cuantificación: absorción UV-visible, marcaje con fluorescencia, marcaje con isótopos radiactivos.
15. Métodos de separación y purificación: centrifugación, cromatografía, electroforesis.

> Pruebas teóricas: 45%
> Prácticas de laboratorio: 35%
> Prácticas de campo: 20%

Para superar la asignatura será necesario haber aprobado cada una de las partes anteriores. La consideración de la actitud en las prácticas a efectos de evaluación, supondrá un 5% de la nota y se incluirá en el apartado de práctica de laboratorio.

La asistencia a las prácticas es obligatoria. 

1. Introducción. Panorama de las ciencias biológicas en un contexto reticular e interrelacionado. Relaciones desde los puntos de vista metodológico, conceptual y de objetivos. El método científico.
2. Introducción a la experimentación animal. Modelos animales: características y ejemplos. Principio de August Krogh.
3. Utilización de animales de experimentación en investigación y docencia. Bienestar Animal. Aspectos éticos y legislación. 3 Rs: Reducción, refinamiento y reemplazo.
4. Diseño de muestreo, material de campo, campañas de recolección. Fases en un trabajo de campo. Aspectos clave en el diseño del muestreo: Programa de muestreo y/o experimentación: Diseño muestral. Necesidad de cuantificación. Cuestiones prácticas.
5. Técnicas de recolección y conservación de plantas y hongos. Tipos de conservación de material vegetal en seco y en líquido, para estudios moleculares o para la conservación en vivo. Técnicas de obtención de datos botánicos.
6. Espectroscopia de absorción UV-visible. Transiciones electrónicas.
7. Concepto de cromóforo. Ecuación de Lambert-Beer. Coeficiente de extinción molar. Espectro de absorción.
8. Fluorescencia. Fenómeno de emisión de fluorescencia. Concepto de fluoróforo. Rendimiento cuántico. Espectro de emisión. Marcaje con fluorescencia.
9. Isótopos. Concepto. Isótopos radiactivos y no radiactivos. Isótopos de interés biológico. Marcaje con isótopos en Biología.
10. Ultracentrifugación. Ecuación de Svedberg. Coeficiente de sedimentación. Ultracentrífugas. Rotores. Ultracentrifugación preparativa.
11. Electroforesis. Movilidad electroforética. Soportes electroforéticos. Reticulado de geles.
12. Electroforesis de proteínas. Electroforesis de ácidos nucleicos.
13. Cromatografía. Concepto. Fase móvil y fase estacionaria. Resolución.
14. Tipos de cromatografías. Características generales y fundamento de la separación.
15. Aplicaciones de los métodos de detección, cuantificación, separación y purificación a la biología: Evaluación global de un proceso de purificación de una proteína I.
16. Aplicaciones de los métodos de detección, cuantificación, separación y purificación a la biología: Evaluación global de un proceso de purificación de una proteína II
17. Aplicaciones de los métodos de detección, cuantificación, separación y purificación a la biología: Evaluación global de un proceso de purificación de una proteína III.
18. Reacción en cadena de la polimerasa (PCR). Aplicaciones. 
19. Cultivos celulares, de tejidos y de órganos: Conceptos básicos del cultivo in vitro. Cultivos de microorganismos.
20. Cultivos de células animales.
21. Cultivos de protoplastos, tejidos y órganos vegetales.
22. Microscopio: Descripción. Fundamentos de óptica aplicada al microscopio. Manejo del microscopio.
23. Tipos de microscopios y sus aplicaciones en biología.
24. Taxonomía biológica. Principios generales
25. Poblaciones, ecosistemas y biomasa: aproximación metodológica.
26. Vídeo y fotografía como técnicas de investigación: obtención y tratamiento de imágenes. Macrofotografía. Tratamiento de imágenes. Fotografía aérea y cartografía..
27. Búsqueda bibliográfica. Fuentes de información: publicaciones en papel y electrónicas. Bases de datos: recuperación de la información y palabras claves. La cita bibliográfica.
28. Técnicas de observación, captura y marcaje de animales. Dispositivos de captura: redes y trampas. Marcaje físico, etiquetado y marcaje electrónico. Seguimiento y recuperación. Aves, cetáceos y tortugas marinas como ejemplos.

PRÁCTICAS DE CAMPO

Campo BOT: Salida de 5h. Establecimiento de parcelas de muestreo. Catálogo florístico y clasificación del material.
Campo ZOO: Salida de 5h. Observación, reconocimiento y censo de animales.

PRÁCTICAS DE LABORATORIO (20 hr)

I. Seguridad en el laboratorio, eliminación de residuos. Material y manejo de laboratorio. Vídeo sobre Manejo de animales de experimentación. Demostración por los profesores de la manipulación y sexaje. (3 hr)  
II. Montaje, organización y mantenimiento de colecciones. Materiales de conservación. Museística. Normas para la recolección. Prensado, secado, montaje y etiquetado para especímenes de herbario. Montaje de una colección de insectos. Etiquetado. Montaje de esqueletos. Bases de datos: Herbario, Jardines Botánicos y Zoológicos. Visita al Museo de Vertebrados y al Herbario de la Facultad. (3 hr)  
III. Preparación de disoluciones: disoluciones tampón. Diluciones. Medidas de absorbancia. (3 hr)
IV. Realización de una reacción en cadena de la polimerasa (PCR). Resolución de un caso práctico.  (3 hr)  
V. Métodos de cultivo: El medio de cultivo. Técnicas de esterilización y manipulaciones asépticas. Cultivo in vitro de material vegetal. (3 hr)  
VI.  Preparación y observación de muestras al microscopio. Fijación de materiales biológicos para microscopía. Inclusión en parafina. Secciones en material rígido: microtomo. Tinciones. Montaje de preparaciones. Extensiones. Observación de material vivo. (3 hr)   
VII. Introducción a los métodos taxonómicos. Sistemas de clasificación. Métodos de identificación. Utilización de claves. Caracteres diagnósticos y descripción de taxones. (2 hr)

Seminario 1: Resultados del trabajo de campo. Elaboración y presentación de memorias.
Seminario 2: Integración de los contenidos de la asignatura sobre un caso práctico.

>  Barceló Mairata, F.: Técnicas Instrumentales en Bioquímica y Biología. Universitat de les Illes Balears. Servei de    Publicacions i Intercanvi Científic, Palma de Mallorca. 2003.

>  Freifelder, D.: Técnicas de Bioquímica y Biología Molecular. Reverté, Barcelona. 2003

>  García Segura, J.M. y col.: Técnicas Instrumentales de Análisis  en Bioquímica. Síntesis, Madrid. 2007

>  Roca, P.; Oliver, J. y Rodríguez, A.: Bioquímica: Técnicas y Métodos. Hélice, Madrid. 2003

>  Rubinson, K.A. y Rubinson, J.F.: Análisis instrumental. Prentice Hall, Cop. 2001

>  Wilson, K. W. (eds.): Principles and Techniques of Practical Biochemistry and Molecular Biology. Cambridge University    Press, Cambridge (6th ed). 2005

>  Ruxton, G.D. y Colegrave, N.: Experimental Design for the Life Sciences. Oxford University Press. 2003

>  Henderson, P.A.: Practical Methods in Ecology. Blackwell Publishing, London. 2003

>  Simpson, M.G.: Plant Systematics. Elsevier Academic Press. 2006

>  Izco, J. (Coord.): Botánica. Mc Grawhill Interamericana de España, 2ª ed. 2004

> Rodríguez, M.J. y col.(eds): Manual de prácticas de botánica: Laboratorio y Campo. Universidad de Santiago de 

    Compostela.2014

> Zimmer Carl. Conservación de la Biodiversidad. Barcelona, Prensa Científica. 2010

> Calatayud, V. y Sanz, M.J. Guía de líquenes epífitos. Ministerio de Medio Ambiente, Organismo Autónomo de 

   Parques Naturales. 2000

> Chuvieco, E.: Fundamentos de Teledetección Espacial. Rialp, Madrid, 3ª ed. 2000

>  Feisinger, P.: El Diseño de estudios de Campo para la Conservación de la Biodiversidad. FAN,  Bolivia. 2003

>  Fernandez García, F.: Introducción a la Fotointerpretación. Ariel, Barcelona. 2000

> Martín Zúñiga J, Orellana Muriana JM. (dirs.) Ciencia y Tecnología en Investigación Animal [Libro interactivo].  Universidad de Alcalá. SECAL. 2022

> Red Española para el Desarrollo de Métodos Alternativos a la Experimentación Animal http://www.remanet.net/